Reseña Bibliográfica Biotecnología Vegetal Vol. 9, No. 1: 3 - 18, enero - marzo, 2009 ISSN 1609-1841 (Versión impresa) ISSN 2074-8647 (Versión electrónica) Floración in vitro – revisión de literatura Wayner Montero-Carmona1 y Víctor M. Jiménez2*. *Autor para correspondencia. 1Centro de Investigación y Desarrollo Agrícola Sostenible para el Trópico Húmedo, Escuela de Agronomía, Instituto Tecnológico de Costa Rica, Sede Regional San Carlos, Costa Rica. 2Centro para Investigaciones en Granos y Semillas (CIGRAS), Universidad de Costa Rica, 2060 San Pedro, Costa Rica. e-mail: victor.jimenez@ucr.ac.cr RESUMEN La floración in vitro puede ser inducida en diferentes estadios durante el desarrollo de las plantas in vitro mediante variaciones en los factores físicos y químicos relacionados con el cultivo de tejidos. Dentro de los factores físicos, el fotoperíodo y la temperatura son los que se han estudiado con más detalle. Su efecto inductivo puede variar en diferentes especies. Algunos factores físicos también pueden ser sustituidos por estímulos químicos. Los factores químicos que han sido descritos con más frecuencia en la literatura son algunos reguladores de crecimiento y la relación sacarosa/nitrógeno. Las citoquininas pueden inducir el desarrollo floral a partir de varios órganos; no obstante, altas concentraciones pueden inhibir la floración y ocasionar brotación de yemas vegetativas. Las giberelinas y las poliaminas (principalmente espermidina) presentan un efecto positivo en la inducción floral. De forma contrastante, el etileno y las auxinas han mostrado ser poderosos inhibidores de la floración in vitro. Sin embargo, las auxinas parecen ser necesarias durante los primeros estadios del desarrollo floral. Un aumento en la concentración de sacarosa en el medio de cultivo puede favorecer el desarrollo de flores in vitro; mientras que concentraciones altas de nitrógeno pueden estimular el desarrollo vegetativo de los explantes. No obstante, si las concentraciones de nitrógeno son muy bajas, el explante no se desarrolla bien. La presente revisión de literatura tiene como fin discutir los factores más comunes que participan en la inducción de la floración in vitro, así como presentar la literatura científica más relevante en el tema a partir de 1980. Palabras clave: cultivo de tejidos, inducción floral, inductores, reguladores de crecimiento ABSTRACT In vitro flowering can be induced at different stages during development of in vitro plants by changes in chemical and physical factors related to the tissue culture process. Among the physical factors, photoperiod and temperature have been studied more detailed. Their inductive effect may vary in different species. Some physical factors can also be replaced by chemical stimuli. The chemical factors more frequently described in the literature are some growth regulators and the sucrose/nitrogen ratio. Cytokinins may induce flower development from various organs, but high concentrations can inhibit flowering and cause sprouting of vegetative buds. Gibberellins and polyamines (mostly spermidine) have a positive effect on flower induction. While, ethylene and auxin seem to be powerful inhibitors of in vitro flowering. However, auxins seem to be necessary during the early stages of floral development. An increase in the concentration of sucrose in the culture medium favor development of flowers in vitro, whereas a high concentration of nitrogen can stimulate vegetative growth of explants. Nevertheless, if the nitrogen concentration is too low, explants do not develop well. The aim of this literature review is to discuss most common factors related to in vitro flowering and to list the most relevant scientific literature about the subject from 1980 on. Key words: flower induction, growth regulators, inducers, tissue culture Abreviaturas: 2,4-D Ácido 2,4-diclorofenoxiacético, 2iP 2–isopentiladenina, ABA Ácido abscísico, AC Agua de coco, AG3 Ácido giberélico, AIA Ácido indol acético, AIB Ácido indol butírico, ANA Ácido naftalen acético, BAP Benciladenina, CAct Carbón activado, CasHid Caseína hidrolizada, DSDPs Plantas de día corto desplazado, GAx Giberelina x, LDPs Plantas de día largo, MES Ácido 2 (N-morfolino) etanosulfónico, MS Murashige y Skoog (1962), MT Murashige y Tucker (1969), PSF Plantas sensibles al fotoperíodo, Put Putrescina, PVP Polivinilpirrolindona, SAM S-adenosil- L-metionina, SAMDC S-adenosil-L-metionina descarboxilasa, SDPs Plantas de día corto, Spd Espermidina, Spm Espermina, TDZ Tidiazuron Contenido INTRODUCCIÓN FACTORES QUE AFECTAN LA FLORACIÓN IN VITRO Fotoperíodo Reguladores de crecimiento 4 Biotecnología Vegetal Vol. 9, No. 1, 2009 Nitrógeno al., 2000; Hayama y Coupland, 2003). Durante los Concentración de sacarosa períodos inductivos, la floración es promovida por Temperatura genes como PHYA, FHA, CO, GI, LHY o FT. Aireación y gelificación Mientras que en períodos no inductivos, la floración EFECTO DEL GENOTIPO EN LA INDUCCIÓN puede inducirse por tocoferoles (Molina-Torres et FLORAL IN VITRO al., 1989) o mediante regulación hormonal (Roldán Conclusiones et al., 1999). INTRODUCCIÓN Los primeros trabajos publicados sobre floración in vitro datan de 1933, cuando White logró, a partir El éxito reproductivo de una planta depende de del estímulo de meristemos preformados, la que complete su ciclo hasta floración. Durante el inducción floral en Stellaria media (Scorza, proceso de inducción floral, a nivel de meristemo, 1982). Posteriores eventos de floración in vitro ocurren una serie de eventos que afectarán el han sido referidos a partir de la reorganización hábito de crecimiento vegetativo, incluyendo de estructuras preformadas (mer is temos pérdida de la dominancia apical, alargamiento del apicales, yemas y embriones somáticos), así tallo, cambios en la filotaxia y la forma de la hoja como a partir de brotes adventicios obtenidos (Galoch et al., 2002). El inicio de la floración está de cal lo proveniente de d iversos te j idos fuertemente regulado por cambios ambientales (segmentos de tallo, raíces, hojas, cotiledones, relacionados con factores estacionales tales como péta los , capas de células epidermales, el fotoperíodo y la temperatura, y por el estado de protoplastos), entre otros (Scorza, 1982; Bernier desarrollo de la planta (Bernier et al., 1993; Laurie, et al., 1993; Laurie, 2004). 2004). En este trabajo se pretende hacer una La inducción floral involucra una serie de cambios recopilación, lo más exhaustiva posible, de los profundos, pasando de estadios vegetativos informes científicos relacionados con floración in (producción de tal los y hojas) a estadios vitro que se han publicados a partir de 1980. Las reproductivos (producción de flores y semillas). La referencias anteriores a dicha fecha ya habían sido floración requiere de un alto grado de reservas por compiladas por Scorza (1982). Recientemente se parte de la planta; por lo que se han generado publicó una revisión en el tema, pero limitada a mecanismos para asegurar que los procesos de plantas neófitas, que son aquellas plantas inducción floral ocurran durante los periodos herbáceas que tienen órganos de almacenamiento favorables para la floración. La forma en que las bajo tierra, tales como bulbos, cormos, rizomas o plantas regulan los procesos de inducción floral tubérculos (Ziv y Naor, 2006). varía entre especies. Sin embargo, este proceso comúnmente involucra el uso de señales internas FACTORES QUE AFECTAN LA FLORACIÓN IN relacionadas con el fotoperíodo o cambios en VITRO temperatura (vernalización). La disponibilidad de agua, nutrientes o reguladores de crecimiento son La floración in vitro puede ser inducida en otros de los factores de importancia para la diferentes estadios de desarrollo de las plantas in inducción floral (Laurie, 2004). vitro mediante variaciones en factores químicos y físicos relacionados con el cultivo de tejidos. Una sustancia debe cumplir con los siguientes Las familias de plantas que presentan mayor requisitos para que se pueda confirmar su número de referencias sobre floración in vitro participación en la inducción floral: estímulos que son: Poaceae, Rutaceae , Orch idaceae, conducen a la floración deben aumentar sus niveles Brassicaceae y Cucurbitaceae (Tabla 1). Sin endógenos en los meristemos, inhibidores de su embargo, la gran variedad de familias en las que biosíntesis deben bloquear la inducción floral y se ha informado dicho fenómeno parece indicar deben encontrase pruebas que relacionen que no existe una relación directa entre el grupo molecular o bioquímicamente a dicha sustancia taxonómico y la inducción de este proceso. La con la inducción floral (King et al., 2001). única relación que parece mantenerse es que fotoperiodos de 16 horas luz o mayores inducen Se ha relacionado a un grupo importante de genes la floración in vitro en plantas de día largo (long con los procesos de inducción y regulación de la day plants, LDPs) en presencia de citoquininas floración. Entre ellos se han propuesto varios en el medio de cultivo (Hillson y LaMotte, 1977; relacionados con el control negativo (LHY/CCA1, Scorza y Janick, 1980; Rajasekaran et al., 1983; TOC1) o positivo (CO, PHYB) de los ritmos McDaniel et al., 1991; Kachonpadungkitti et al., circadianos que conllevan a la floración (Barak et 1992; Zhang y Leung, 2000; King et al., 2001). Biotecnología Vegetal Vol. 9, No. 1, 2009 5 Tabla 1. Lista de especies y condiciones inductoras para la floración in vitro, a partir de 1980. Espec ie (Familia) Medio de Cultivo Condic iones de Cultivo Ref erenc ia Amaranthus caudat us Murashige y Skoog (1962) (MS) + 30 g.l -1 sacaros a + 0. 1 mg.l -1 Fotoperiodo 16 horas (2.2 W m- 2); Tisserat y Gallett a (1988) (Amarant haceae) ácido naftalen ac ét ic o (ANA) + 8 g.l-1 agar; pH 5.7 t emperatura 26±1°C Arabidops is sp. MS + 10 g l-1 sac aros a o glucosa + 0.5 g.l- 1 ác ido 2 (N-morfolino) Os curidad (5 semanas) – Fot operiodo 12 Roldán et al. (1999) (Brassic aceae) etanos ulf ónic o (MES) + 8 g.l -1 agar; pH 5.7 horas (50 μE m-2 s -1); temperatura 24±2°C Arachis hypogaea MS + 30 g. l-1 sac aros a + 1.13 mg.l -1 benci ladenina (BAP) + Fotoperí odo 18 horas (3 000 lux ); Kac honpadungkitti et al. (Fabaceae) 6 g.l-1 agar; pH 5.7 temperatura 27±1°C (1992) Arachis hypogaea ½MS + v itaminas Gamborg + 100 mg. l-1 inos it ol + 0. 5 mg. l-1 BAP Fotoperiodo 16 horas (60 μmol m-2 s-1); Tiwari y Tuli (2008) (Fabaceae) + 30 g. l-1 s ac aros a; pH 5.6 (medio de c ultivo lí quido) t emperatura 25±2°C Bambus a arundinacea MS + 20 g. l-1 sac aros a + 5% agua de c oco (AC) + 2.22 μM BAP Fotoperiodo 24 horas (10 μmol m-2 s-1); Jos hi y Nadgauda (Poaceae) + 4 g.l-1 agar; pH 5.8 t emperatura 28±2°C (1997); Nadgauda et al. (1997) Bambus a edulis MS + 30 g. l-1 sac aros a + 0.11 mg.l -1 tidiazuron (TDZ), 5 mg. l-1 Fotoperiodo 16 horas (54 μmol m-2 s-1); Lin et al. (2003) (Poaceae) k inet ina o 3.65 mg. l-1 BAP + 2. 2 g. l-1 de Gelrite; pH 5.7 t emperatura 26±1°C Boronia megas tigma MS + 30 g. l-1 sac aros a + 8 mg. l-1 BAP + 11 g.l -1 agar ; pH 5. 8 Fotoperí odo 10 horas (16.5 μmol m-2 s-1); Roberts et al . (1993) (Rutaceae) t emperatura 15±1°C Bougainv illea s p. cv. `San MS + 30 g. l-1 fructos a + 0.01 mg.l-1 ácido giberél ico (AG3) + Fotoperí odo 16 horas (20 μE m -2 s-1); Steff en et al. (1988) Diego Red´ 6 g.l-1 agar; pH 5.7 t emperatura 25±2°C (Nyct aginaceae) Brass ic a oleracea MS + 30 g. l-1 sac aros a + 3 mg. l-1 ácido indol acético (AIA) + 5 Fotoperiodo 16 horas (3 000 lux ); Kumar et al. (1995) (Brassic aceae) mg.l-1 k inet ina + 3 g. l-1 de Phyt agar; pH 5.7 t emperatura 26±2°C Capsicum f rutescens MS + 30 g. l-1 sac aros a + 40 μM nit rato de plat a (ó 30 μM c loruro Fotoperiodo 16 horas (4.41 J m-2 s-1) Sharma et al . (2008) (Solanaceae) de cobalt o) + 8 g.l-1 agar; pH 5.8 t emperatura 25±2°C Ceropegia bulbosa Gamborg et al. (1968) + 30 g.l-1 sacarosa + 0.5 mg.l -1 BAP + 1 Fotoperiodo 16 horas (3 000 lux ); Brit to et al. (2003) (Asclepiadaceae) mg.l-1 AG3 + 8 g. l -1 agar; pH 5. 7 t emperatura 25±2°C Ceropegia spp. MS + 60 g. l-1 sac aros a + 26. 6 μM BAP Fotoperiodo 16 horas (40 μmol m-2 s-1) Nai r et al . (2007) (Asclepiadaceae) 8 g.l-1 agar; pH 5.8 t emperatura 25±2°C 6 Biotecnología Vegetal Vol. 9, No. 1, 2009 Tabla 1. (Continuación) Espec ie (Familia) Medio de Cultiv o Condic iones de Cultiv o Ref erenc ia Cichorium int ybus MS + 30 g. l-1 sacaros a + 8.5 mg. l-1 AgNO -13 + 2 mg. l 2– Fotoperiodo 16 horas (50 μE m -2 s -1); Bais et al. (2001) (As teraceae) isopent iladenina (2-iP) + 0. 5 mg. l-1 AG3 + 8 g.l -1 putres cina (Put) t emperatura 25±2°C + 8 g.l-1 agar; pH 5.8 Citrus limon (Rutac eae) MS + 30 g. l-1 sacaros a + 0.1 mg l-1 ANA + 8 g. l-1 agar; pH 5. 7 Fotoperí odo 16 horas (2.2 W m-2); Tisserat et al. (1990) t emperatura 20±1°C Citrus nobil is x C. delic ios a MS + 40 g. l-1 sacaros a + 2 mg. l-1 k inet ina o BAP + 8 g.l-1 agar; Fotoperí odo 12 horas (40 μmol m-2 s- 1); Singh et al. (2006) (Rutaceae) pH 5. 6 t emperatura 25±2°C Citrus unshiu MS + 30 g. l-1 sacaros a + 1 mg. l-1 BAP + 12 g.l -1 agar; pH 5.6 Fotoperiodo 16 horas (30 μmol m-2 s- 1); Garc ía-Luis et al . (1992) (Rutaceae) t emperatura 15±2°C (15 días), luego 22±2ºC Cuc umis sativus MS + 30 g. l-1 sacaros a + 0.11 mg.l -1 BAP + 0.33 mg.l-1 ácido Fotoperí odo 24 horas (25 W m-2); Rajasekaran et al. (1983) (Cucurbit aceae) 2,4-Dic lorofenox iac ético (2,4-D) + 0. 1 g.l -1 caseí na hidrolizada t emperatura 27±2°C (CasHid) + 8 g.l-1 agar; pH 5. 7 Cymbidium ens ifolium 50% MS + 20 g.l -1 sacarosa + 0. 5 mg.l -1 niac ina + 1 g. l-1 peptona Fotoperiodo 16 horas (10 μmol m-2 s- 1); Chang y Chang (2003) (Orc hidac eae) + 0.05 mg. l-1 ANA + 2 mg.l -1 2iP o TDZ + 2.2 g.l-1 Gelr ite; pH 5.2 t emperatura 25±2°C Cymbidium MS + 40 g. l-1 sacaros a + 10 mg. l-1 BAP + 1/20 de la Fotoperí odo 16 horas (50 μmol m-2 s- 1); Kos tenyuk et al. (1999) niveo-marginatum concentrac ión de N + 5 v eces la concent rac ión de P + poda de t emperatura 25-26ºC (Orc hidac eae) raíces + 2. 5 g.l -1 gelr ite Dedrobium Chao Praya Knudson C + 20 g. l-1 s ac arosa + 15% AC + 11.1 μM BAP Fotoperí odo 16 horas (40 μmol m-2 s- 1); Hee et al . (2007) Smile (Orchidac eae) 3 g.l-1 gelrit e; pH 5. 3 t emperatura 25±2ºC Dendrobium Mada me Knudson C + 20 g. l-1 s ac arosa + 4.4 μM BAP + 15% AC Fotoperí odo 16 horas (35 μmol m-2 s- 1); Sim et al . (2007, 2008) Thong-I n (Orchidac eae) + 3 g.l-1 gelrit e; pH 5.3 t emperatura 26±2°C Dendrobium Second Love Macronut rientes modif icados de Vac in y Went (1949) + Fotoperí odo 16 horas (35-45 μmol m- 2 s -1); Ferreira et al . (2006) (Orc hidac eae) mic ronutrient es MS + 20 g.l-1 sacarosa + 1.8 μM TDZ t emperatura 26±1ºC + 2 g.l-1 Phyt agel; pH 5.85 Dendrobium Sonia 17 ½ MS + v it aminas de Gamborg + 20 µM BAP (no s e indica Fotoperí odo 16 horas (25 μmol m-2 s- 1); Tee et al . (2008) (Orc hidac eae) concentrac ión ni tipo de azúcar ni de gel ificant e) t emperaura 25±2° C Biotecnología Vegetal Vol. 9, No. 1, 2009 7 Tabla 1. (Continuación) Espec ie (Familia) Medio de Cultiv o Condic iones de Cul tiv o Ref erenc ia Dendroc alamus giganteus MS + 20 g. l-1 s ac aros a + 80 ml.l- 1 AC + 6 mg.l- 1 BAP + 0.1 Fotoperíodo y temperat ura no indic adas Ramanay ake et al. (Poac eae) mg.l-1 k inet ina + 2. 2 g. l-1 Gelr ite; pH 5.6 (2001) Dendroc alamus hami ltonii MS + 30 g. l-1 s ac aros a + 5 mg. l-1 BAP (s olo las primeras 4 Fotoperiodo 16 horas (140 μmol m-2 s -1); Chambers et a l. (Poac eae) s emanas ) + 7 g.l -1 agar; pH 5.7 temperatura 28±2°C (1991) Dendroc alamus lati florus MS + 1 mg.l-1 TDZ + sac aros a (no indican cantidad) Fotoperiodo 16 horas (54 μmol m-2 s- 1); L in et al. (2007) (Poac eae) + 2.2 g.l-1 gelrit e; pH 5. 7 temperatura 26°C Dianthus cary ophyl lus c v. MS + 100 mg.l -1 inos ito l + 100 mg. l-1 arginina + 100 mg. l-1 Fotoperiodo 16 horas (40-50 μmol m- 2 s -1); Sank hla et al. (1994) German Red alanina + 100 mg.l -1 ác ido as córbic o + 8. 9 uM BAP + 2.7 uM temperatura 25±1°C (Cary ophyllac eae ) ANA + 7. 5 g. l-1 agar (no indic an cant idad de sac aros a ni v alor del pH) Fagopy rum esc ulentum ½ MS c on nit rato como únic a fuent e de N + 50 g. l-1 s ac arosa + Fotoperiodo 8 horas (12 s emanas ) – 16 Kac honpadungki tti et (Polygonac eae) 0.02 mg. l-1 kinetina + 10 g. l-1 agar; pH 5. 7 horas (35 μmol m-2 s-1); temperatura 27±2°C al. (2001) Fort unella hinds ii ½ MS + 50 g. l-1 s ac aros a + 0. 01 mg.l -1 BAP + 3 g.l-1 Gelr ite; pH Fotoperiodo 16 horas (35.3 μmol m-2 s-1); J umin y Nito (1996) (Rutaceae) 5.7 temperatura 25±1°C Gentiana tr iflora WPM (Lloy d y McCown 1980) con vi taminas B5 (Gamborg et Fotoperiodo 16 horas (60 μmol m -2 s- 1); Zhang y Leung (Gent ianac eae) al., 1968) + 30 g. l-1 s ac aros a + 0.45 mg.l -1 kinetina + 7.5 g.l-1 temperatura 22±2°C (2000) agar; pH 5.8 Gly cine max 1/5 MS (s in NH4NO3) + 30 g. l -1 s ac aros a + 8 g.l-1 agar; pH 5. 8 Fotoperiodo 8 horas (110 μE m-2 s-1); Dic kens y v an St aden (Fabaceae) temperatura 23±2°C (1985) Kalanchoe blossf eldiana MS + 30 g. l-1 s ac aros a + 9 g. l-1 agar; pH 5.8 Fotoperiodo 8 horas (110 μE m-2 s-1); Dic kens y v an St aden (Cras sulaceae) temperatura 25±2°C (1988) Kniphof ia leucocephala MS + 30 g. l-1 s ac aros a + 4.5 mg. l-1 BAP + 2 g. l-1 Gel rit e; pH 5. 8 Fotoperíodo 16 horas (12.6 μmol m-2 s-1); Tay lor et al. (2005) (As phodelaceae) temperatura 25±2°C Kniphof ia leucocephala MS + 60 g. l-1 s ac aros a + 2.0 mg. l-1 BAP + 2 g.l-1 Gelrite; pH Fotoperíodo 16 horas (12.6 μmol m-2 s-1); Tay lor et al. (2007) (As phodelaceae) 5.8 temperatura 25±2°C Lemna sp. Pirs on y Seidel (1950) con 7.3 mg. l-1 Fe-EDTA en reemplazo Fotoperiodo 8 – 12 horas (4 500 lux ); Mader (2004) (Lemnaceae) de FeSO + 20 g.l- 1 s ac arosa + 1 mg.l- 14 k inetina + 0. 22 μM/l – temperatura 24±2°C Put , es permidina (Spd) o espermina (Spm) + 2.5 g.l -1 agar; pH 5.5 8 Biotecnología Vegetal Vol. 9, No. 1, 2009 Tabla 1. (Continuación) Espec ie (Familia) Medio de Cultiv o Condic iones de Cultiv o Ref erenc ia Leptinella nana MS + 30 g. l-1 sacaros a + 8 g. l-1 agar; pH 5.7 Fotoperiodo 24 horas (70 μmol m-2 s- 1); Carson y Leung (1994) (Compositae) t emperatura 22±1°C Lolium t emulentum MS + 50 g. l-1 sacaros a + 0.35 mg.l -1 AG3 + 0.1 mg.l -1 k inet ina + 7 Fotoperiodo 24 horas (3 días) – 8 horas McDaniel et al. (1991) (Poaceae) g.l-1 agar; pH 5.6 (55 μmol m-2 s -1); temperatura 25±2°C Lyc opers icon esculentum MS + 30 g. l-1 sacaros a + 2 mg. l-1 BAP + 8 g. l-1 agar; pH 5. 8 Fotoperiodo 16 horas (39.3 μmol m-2 s-1); Sheeja y Mandal (2003) (Solanaceae) t emperatura 25±2°C Manihot esculent a Medio propio + 0.5 uM AIA + 5 uM BAP + 0. 5 uM AG3 Fotoperiodo 16 horas (4000 lux ); Tang et al. (1983) (Euphorbiaceae) t emperatura 27-30°C Momordic a charant ia MS + 0.003 mg.l -1 Fe2+ + 30 g. l-1 s acaros a + 0. 45 mg.l -1 kinetina Fotoperiodo 12 horas (50 μmol m-2 s- 1); Wang et al . (2001) (Cucurbit aceae) o BAP + 8 g. l-1 agar; pH 6 t emperatura 25±2°C Murraya paniculata Murashige y Tucker (1969) + 50 g. l-1 s ac aros a + 0.01 mg.l -1 BAP Fotoperiodo 16 horas (52.9 μmol m-2 s-1); J umin y Ahmad (1999) (Rutaceae) + 3 g.l-1 Gelr ite; pH 5.7 t emperatura 25±1°C Nicotiana tabacum cv . MS + 125 mM sacarosa + 1 uM AI A + 1 uM BAP + 10 g. l-1 agar No se indica Peeters et al. (1991) Samsun (Solanaceae) (no s e indic a el pH del medio) Olea europaea ½MS + v itaminas OM (Rugini 1984) + 30 g.l -1 s acaros a + 10 Fotoperí odo 16 horas (3 000 lux ); Chaari-Rkhis et al. (2006) (Oleaceae) mg.l-1 AG + 8 g. l-13 agar; pH 5. 7 t emperatura 24±2°C Onc idium var icosum Medio Knudson (1946) c on 27. 8 mg. l-1 Fe-EDTA + 10 g. l-1 Fotoperí odo 16 horas (500 lux ); Kerbauy (1984) (Orc hidac eae) sacarosa + 0.5 mg.l-1 ANA + 60 g.l -1 pulpa de banano + 1 g. l-1 t emperatura 25±1°C carbón act ivado (CAct ) + 8 g.l-1 agar; pH 5.7 Ory chophragmus ½MS + 30 g. l-1 sac arosa + 2. 5 mg. l-1 z eatina + 2 mg.l- 1 AG3 + Fotoperí odo 16 horas (17.47 μmol m - 2 s -1); Luo et al. (2000) violaceus (Brassicaceae) 7 g.l-1 agar; pH 5.7 t emperatura 7±2°C (14 dí as ), luego 20±2°C Panax ginseng Gamborg et al. (1968) + 20 g.l-1 sacarosa + 1 mg.l -1 BAP + 1 Fotoperí odo 16 horas (1 500 lux ); Chang y Hsing (1980) (Araliaceae) mg.l-1 AG + 7 g. l-13 agar; pH 5. 7 t emperatura 26±1°C Pas siflora suberosa MS + 30 g. l-1 sacaros a + 0.1 mg. l-1 BAP + 10 g.l -1 bact o-agar; Fotoperiodo 16 horas (2 000 lux ); Scorza y J anick (1980) (Pass ifloraceae) pH 5. 7 t emperatura 26±1°C Pentanema indicum MS + 30 g. l-1 sacaros a + 2 mg. l-1 ácido indolbutí ric o (AIB) + Fotoperí odo 16 horas (3 000 lux ); Sivanesan y Jeong (As teraceae) 8 g.l-1 agar; pH 5.7 t emperatura 25±2°C (2007) Biotecnología Vegetal Vol. 9, No. 1, 2009 9 Tabla 1. (Continuación) Espec ie (Familia) Medio de Cultiv o Condic iones de Cultiv o Ref erenc ia Perilla c rispa White con 80 mg.l-1 KNO3 como fuente de N + 20 g. l -1 Fotoperiodo 24 horas (2 000 lux ); Wada y Totsuka (1982) (Lamiaceae) sacarosa + 7 g.l-1 agar; pH 5.8 t emperatura 25±1°C Phalaenops is sp. 3.5 g.l-1 Hyponex + 2 g.l- 1 peptona + 25 g.l -1 sacarosa + Fotoperí odo 12 horas (28.5 μmol m-2 s-1); Duan y Yazawa (1995) (Orc hidac eae) 5 mg.l-1 BAP + 10 g. l-1 agar; pH 5.6 t emperatura 25±2°C Pharbitis ni l 4/5 MS + 30 g. l-1 sacaros a + 0. 02 mg.l -1 BAP + 0.03 mg. l-1 Fotoperí odo 12 horas (18.3 μmol m-2 s-1); Galoch et al. (2002) (Convulvaceae) AG3 + 2.5 g. l -1 Gelrit e; pH 5. 7 t emperatura 25±2°C Phy llanthus niruri MS + 30 g. l-1 sacaros a + 0.5 mg. l-1 GA3 + 7.5 g.l -1 agar; Fotoperiodo 24 horas (44±9 μE m-2 s- 1); Liang y Keng (2006) (Euphorbiaceae) pH 5. 7 t emperatura 25± 2°C Pisum sativum MS (1/2x NH4NO3) + v itaminas B5 + 30 g.l -1 s acarosa + Fotoperí odo 16 horas (30 μmol m-2 s- 1); Frank lin et al. (2000) (Fabaceae) 1 mg.l-1 AG + 0. 5 mg. l-1 AI B + 7 g.l-13 agar; pH 5. 8 t emperatura 25±2°C Psy gmorc his pus illa Vac in-Went con 27.8 mg.l-1 Fe-EDTA y 22.3 mg. l-1 MnSO4 4H2O Fotoperí odo 12 – 16 horas (30 μmol m -2 Vaz et al . (2004) (Orc hidac eae) + 20 g. l-1 sacarosa + 60 g.l -1 pulpa de banano + 1 g. l-1 carbón s -1); temperatura 27±1°C act ivado (CAct ) + 6 g.l -1 agar; pH 5.8 Rauvolf ia tetraphylla MS + v itaminas B5 + 30 g.l -1 sacarosa 4. 44 μM BAP + 4. 3 μM Fotoperí odo 16 horas (1 500 lux ); Anitha y Kumari (2006) (Apocynaceae) AG3 + 8 g. l -1 agar; pH 5.7 t emperatura 25±2°C Ros a sp. (Rosaceae) MS s in NH4NO3 + 30 g.l - 1 sacarosa + 400 mg. l-1 mio-inos it ol + Fotoperí odo 16 horas (26 μmol m-2 s- 1); Wang et al . (2002) 0.1 mg.l-1 ANA + 0. 5 mg. l-1 z eatina o TDZ + 3 g.l -1 Phytagel; t emperatura 25±2°C pH 5. 8 Ros a hybrida cv. ‘First MS + 30 g. l-1 sacaros a + 3 mg. l-1 BAP + 0. 1 mg. l-1 ANA (no s e Fotoperí odo 10 horas (45 μmol m-2 s- 1); Vu et al. (2006) Priz e’ (Rosac eae) indicó t ipo ni concentrac ión de gel ificante) t emperatura 25±2°C Sac charum officinarum MS + 30 g. l-1 sacaros a + 100 mg.l- 1 poliv inilpirrol indona (PVP) + Os curidad (15 días), luego f ot operíodo de Virupak shi et al. (2002) (Poaceae) 3 mg.l-1 2,4-D + 100 cc /l AC + 40 mg.l-1 prolina + 1.6 g.l-1 Gelrite; 6 horas (40 μE m- 2 s -1); temperatura pH 5. 7 25±2°C Salv ia afr icana-lutea MS + 100 mg.l -1 inos itol + 2.5 µM AIB + 30 g.l-1 sac arosa + Fotoperí odo 24 horas (50 μmol m-2 s- 1); Makunga y van Staden (Lamiaceae) 10 g. l-1 agar; pH 5. 8 t emperatura 22-24°C (2008) Sapos hnikov ia divaricata MS + 30 g. l-1 sacaros a + 0.34 – 1.36 μM pac lobutrazol ó 1 – 4 Fotoperí odo 14 horas (80 μmol m-2 s- 1); Qiao et al. (2009) (Umbell iferae) μM etephon + 6 g.l -1 agar; pH 5.8 t emperatura 25±2°C 10 Biotecnología Vegetal Vol. 9, No. 1, 2009 Tabla 1. (Continuación) Espec ie (Familia) Medio de Cultivo Condic iones de Cultivo Ref erenc ia Solanum tuberosum MS c on v it aminas B + 30 g. l-15 sacarosa + 0. 75 g.l -1 MgCl + 0. 5 Fotoperí odo 16 horas (16 μmol m-2 s- 1); Al-Wareh et al. (1989) (Solanaceae) mg.l-1 k inet ina + 0. 1 mg.l -1 2, 4-D + 1. 6 g. l-1 2 Gelrit e; pH 5. 7 t emperatura 27±2°C Spathiphy llum c annif olium MS + 60 g. l-1 s ac aros a+ 10 mg.l- 1 GA3 + 2 g.l -1 gelrit e; Fotoperí odo 16 horas (35 μmol m-2 s- 1); Dewir et al . (2007, 2008) cv . Sunny Sails pH 5. 7 (biorreact or) t emperatura 25±2°C (Arac eae) Spathoglott is plicat a MS + 30 g. l-1 s ac aros a + 2 mg. l-1 k inet ina + 0.5 mg.l -1 ANA Fotoperí odo 16 horas (2 000 lux ); Murthy et al. (2006) (Orc hidac eae) + 100 mg.l -1 Cas Hid + 10% AC + 7 g.l-1 agar; pH 5.7 t emperatura 25±2°C Spinacia olerac ea MS + 30 g. l-1 s ac aros a + 2 mg. l-1 k inet ina + 0.01 mg.l-1 2,4-D Fotoperí odo 14 horas (84 días ) – 10 horas Al-Khay ri et al. (1991) (Chenopodiac eae) + 1 mg.l-1 AG3 + 8 g l-1 agar; pH 5. 8 (65 μmol m-2 s -1); temperatura 22±3°C Streptocarpus nobi lis MS c on 40 mg.l-1 330-Fe + 30 g. l-1 sacaros a + 3. 38 mg.l -1 BAP Fotoperí odo 8 horas (35 μE m-2 s-1); Simmonds (1982) (Gesneriac eae) + 6 g.l- 1 agar; pH 5.8 t emperatura 25±1°C Streptocarpus nobi lis Macroelementos de Knop + microelement os y vi taminas de Fotoperí odo 8 horas (5 000 lux); Handro (1983) (Gesneriac eae) Nitsc h y Nitsch (1965) + 1. 5 g. l-1 adenina + 20 g. l-1 s ac aros a 0.1 t emperatura 22°C (os curidad) – 28°C (luz ) mg.l-1 AIA + 0.35 mg.l-1 BAP + 8 g. l-1 agar; pH 5. 5 Torenia s p. MS c on 330 mg. l-1 NH -1 - 14NO 3 + 60 g.l sacarosa + 6 g.l agar; Fotoperí odo 8 horas (2 000 lux); Tanimoto y Harada (Linderniac eae) pH 5. 7 t emperatura 25±2°C (1981) Vernonia cinerea MS + 2 g.l-1 inositol + 30 g. l-1 s ac aros a + 8 g.l-1 agar (s in Fotoperí odo 16 horas (25 μmol m-2 s- 1); Maheshwari y Kumar (As teraceae) reguladores de c recimiento); pH 5. 8 t emperatura 25±2°C (2006) Vigna aconitif ol ia MS + 30 g. l-1 s ac aros a + 1-3 μM ABA (o 600 μM prolina) Fotoperí odo 14 horas (68 μmol m-2 s- 1); Saxena et al . (2008) (Fabaceae) + 8 g.l- 1 agar; pH t emperatura 27±0.5°C Withania somnifera MS + 30 g. l-1 s ac aros a + 2 mg. l-1 k inet ina + 0.1 mg.l -1 AI A + Fotoperí do 20 horas (2 000 lux); Saritha y Naidu (2007) (Solanaceae) 8 g.l- 1 agar; pH 5.8 t emperatura 26±2°C; humedad relativ a 60-70% Zantedes chia sp. MS + 30 g. l-1 s ac aros a + 20 mg. l-1 AG3 + 6.5 g.l -1 agar; pH 5.7 Fotoperí odo 16 horas (75 μmol m-2 s- 1); Naor et al. (2004) (Arac eae) t emperatura 22±1°C Biotecnología Vegetal Vol. 9, No. 1, 2009 11 Fotoperíodo Reguladores de crecimiento La percepción del fotoperíodo requiere de la participación En forma general, los reguladores del crecimiento y de fotorreceptores. Entre los más importantes se las poliaminas son considerados como las principales encuentran los fitocromos, los cuales pueden distinguir señales de estímulo para la inducción floral. Su relación, entre luz y oscuridad, así como la duración de estas tanto a nivel de la inducción como de la morfogénesis fases (Reid et al., 2004). Períodos de oscuridad de la flor, indica que su acción es multifactorial (Bernier continua estimulan un aumento en la biosíntesis de et al., 1993; Perilleux y Bernier, 1997). A nivel fisiológico, diversas giberelinas y su sensibilidad por parte de las citoquininas, auxinas y giberelinas han mostrado tener células (Reed et al., 1996). La percepción de longitudes un efecto importante en la inducción floral en varias de onda correspondientes al espectro rojo e infrarrojo especies de plantas (Metzger, 1987). Durante la por parte de las hojas inductoras (generalmente las inducción floral en Lolium, una LDP, los niveles de GA5 más cercanas a la yema) parecen activar una señal de aumentan inicialmente, seguido varios días después, estímulo para la inducción floral. Esta señal es por un incremento en la concentración de GA1, AG3, trasladada en un lapso de 16 a 24 horas posterior al GA4 y GA6 (King et al., 2001). Los cambios para que inicio de la exposición al período de luz correcto, sin los meristemos vegetativos pasen a su estadío verse afectada por la intensidad lumínica (Perilleux et reproductivo involucran la redistribución de fitohormonas al., 1994). endógenas y la pérdida de la dominancia apical. El efecto de las fitohormonas durante la inducción floral La sensibilidad de las plantas in vitro hacia el fotoperíodo puede estar relacionado con cambios en el crecimiento varía durante su desarrollo. En algunos casos las plantas y desarrollo de los meristemos en estado vegetativo, presentan un aumento y en otros una disminución en que pasan a un estado reproductivo (Galoch et al., la sensibilidad conforme avanzan hacia la madurez. 2002). Estos cambios en la capacidad de percepción de las plantas hacia la luz ha sido relacionada, no con los In vitro, las citoquininas pueden inducir el desarrollo cambios en la susceptibilidad de los meristemos al floral a partir de varios órganos (Tabla 3). Tidiazurón estímulo de inducción floral, sino con los procesos (TDZ), 2–isopentiladenina (2iP) y benciladenina (BAP) inductivos de dicho estímulo en las hojas (Simmonds, han mostrado tener un fuerte efecto inductor en 1982). Se han encontrando plantas de día corto (short Cymibidum ensifolium (Chang y Chang, 2003) y day plants, SDPs), plantas de día corto desplazado Bambusa edulis (Lin et al., 2004). Sin embargo, no (displaced short day plants, DSDPs) y LDPs que todas las citoquininas muestran un efecto positivo en responden al mismo ritmo circadiano de la floración. Altas concentraciones de varias citoquininas aproximadamente 24 horas in vitro. La inducción floral (zeatina, kinetina, BAP y 2iP) pueden inhibir la en el cultivo de tejidos parece estar fuertemente inducción floral y ocasionar un efecto en la brotación influenciada por este modelo en muchas plantas de yemas vegetativas, como se ha observado en sensibles al fotoperíodo (PSF) (Kachonpadungkitti Torenia sp. (Tanimoto y Harada, 1981), Fagopyrum et al., 2001). Se ha hecho referencia al papel del esculentum (Kachonpadungkitti et al., 2001), fotoperíodo como un factor de gran importancia para Pharbitis nil (Galoch et al., 2002) y Kniphofia la floración in vitro en diferentes especies (Tabla 2). leucocephala (Taylor et al., 2005). Tabla 2. Referencias en las cuales se ha observado efecto del fotoperiodo en la inducción floral in vitro. Especie Fotoperíodo Referencia Arabidopsis sp. Oscuridad Roldán et al. (199 9) Citrus nobilis x C. deliciosa SDP Singh et al. ( 2006) Cucumis sativus cv. ‘Marketmore-76’ Luz constante Tisserat y Galletta (1993) Gentiana triflor a LDP Zhan g y Leung (2002) Lemna sp. DSDP Mader (2004) Lept inella nana Luz constante Carson y Leung (1994) Lolium temulentum Luz constante McDaniel et al. (1991) Lycopersicon esculentum LDP Sheeja y Mandal (2003) Nicotiana tabacum LDP Hillson y LaMot te (197 7) Psygmorchis pusilla LDP Vaz et al. (2004) Solanum tuberosum LDP Al-Wareh et al. (1989) Spinacia oleracea LDP Al-Khayri et al. (1991) Streptocarpus nobil is SDP Simmonds (1982) Streptocarpus nobil is SDP Handro (1983) 12 Biotecnología Vegetal Vol. 9, No. 1, 2009 Tabla 3. Trabajos en los cuales se relacionan las citoquininas con la inducción floral in vitro. Especie Citoquinina(s) Explante inicial Referencia Amaranthus caudatus BAP Semilla Tisserat y Galleta (1988) Arachis hypogaea BAP Semillas Kachonpadungkitti et al. (1992) Bambusa arundinacea BAP Nudos Nadgauda et al. (1990) Bambusa edulis BAP, k inetina, TDZ Nudos Lin y Chang (1998); Lin et al. (2003, 2004) Begonia franconis BAP, kinetina Segmentos de tallo Berghoef y Bruinsma (1979) Begonia teuscheri x B. BAP Hojas y pedúnculo floral Ringe y Nitsch (1968) cocc inea Boronia megas tigma BAP Segmentos de tallo Roberts et al. (1993) Brassica oleracea k inetina Yemas Kumar et al. (1995) Citrus nobilis x C. deliciosa BAP, kinetina Óvulos fértiles Singh et al. (2006) Cymbidium ensifolium BAP, 2iP, TDZ Segmentos de escapo Wang (1988) floral Dendrocalamus brandisii BAP Nudos Nadgauda et al. (1990) Dendrocalamus giganteus BAP, TDZ Yemas laterales Ramanayake et al. (2001) Dendrocalamus giganteus, BAP Nudos Rout y Das (1994) Dendrocalamus stric tus, Bambusa vulgaris Dendrocalamus hamiltonii BAP Nudos Chambers et al. (1991) Fagopyrum esculentum k inetina Semilla Kachonpadungkitti et al. (2001) Fortunella hinds ii BAP, kinetina Entrenudos de tallo y Jumin y Nito (1996) yemas Gentiana triflora BAP, kinetina Yemas laterales Zhang y Leung (2000, 2002) Kalanchoe blossfeldiana BAP Nudos Dickens y van Staden (1990) Kniphofia leucocephala BAP, 2iP, zeatina Yemas laterales Taylor et al. (2005) Lycopersicon esculentum BAP Callo de hoja y tallo Sheeja y Mandal (2003) Momordica charantia BAP, kinetina Ápices Wang et al. (2001) Murraya paniculata BAP Yemas laterales Jumin y Ahmad (1999) Nicotiana tabacum k inetina Segmentos de tallo Hillson y LaMotte (1977) Orychophragmus violaceus zeatina Semilla Luo et al. (2000) Pass iflora suberosa BAP Hojas, segmentos de tallo Scorza y Janick (1980) y zarcillos Phalaenopsis sp. BAP Estructuras protocórmicas Duan y Yazawa (1995) Rosa sp. BAP, TDZ, zeatina Ápices Wang et al. (2002) Streptocar pus nobilis BAP Hojas Simmonds (1982) Torenia sp. zeatina Segmentos de tallo Tanimoto y Harada (1981) Biotecnología Vegetal Vol. 9, No. 1, 2009 13 Hay indicios de que las citoquininas y giberelinas un efecto positivo en la inducción floral en C. intybus, son exportadas desde las hojas hacia los meristemos aparentemente porque los iones Ag2+ reducen la durante la inducción floral in vitro en Mormodica capacidad de los receptores de membrana para charantia (Prakash, 1977), Panax ginseng (Chang y detectar el etileno, lo que inhibe su acción. Esto Hsing, 1980), Passiflora suberosa (Scorza y Janick, resulta en una autoinhibición en el proceso de 1980), Arabidopsis sp. (Roldán et al., 1999) y biosíntesis del etileno, generando que la SAM quede Orychophragmus violaceus (Luo et al., 2000). Tanto disponible para la síntesis de poliaminas (Bais et citoquininas como giberelinas pueden tener un efecto al., 2001). inductor en fotoperiodos de baja intensidad lumínica (por debajo de los 34 mM m-2 s-1) en O. violaceus Se ha observado inhibición de la inducción floral in (Luo et al., 2000) y P. nil (Galoch et al., 2002). Se ha vitro mediante la adición de auxinas en Plumbago informado que altas concentraciones de citoquininas indica (Nitsch y Nitsch, 1965), Streptocarpus nobilis o giberelinas (superiores a 5 mg l-1) promueven la (Simmonds, 1982), P. nil (Galoch et al., 2002) y B. inducción floral pero, a la vez, han inhibido el edulis (Lin et al., 2003). Las auxinas han mostrado desarrollo de estructuras florales en P. nil (Galoch et ser un poderoso inhibidor de la floración in vitro tanto al., 2002). en SDPs como en LDPs. En LDPs se ha observado que la inducción floral se da como resultado de la Las giberelinas son fundamentales en el proceso de reducción de la concentración de auxinas en el inducción floral in vitro en condiciones de meristemo. Esto ocasiona un cambio en la relación fotoperiodicidad no inductiva tal como se ha observado auxina/citoquinina a favor de las citoquininas lo cual en Bougainvillea sp. cv. ‘San Diego Red´ (Steffen et puede llevar al proceso de floración. Hay dos posibles al., 1988), Kalanchoe blossfeldiana (Dickens y van explicaciones para este cambio: que algunas auxinas Staden, 1990), Arabidopsis sp. (Roldán et al., 1999) actúen como inhibidores directos de la floración o y Zantedeschia sp. (Naor et al., 2004). Además, el que las auxinas desvíen los nutrientes necesarios efecto de las giberelinas aparenta ser sinérgico con para que ocurra la inducción floral (Dickens y van el efecto inductor causado por el fotoperíodo en P. Staden, 1990). No obstante, la adición de auxinas nil (Galoch et al., 2002) y en Olea europaea (Chaari- exógenas parece ser necesaria durante los primeros Rkhis et al., 2006). estadios del desarrollo floral en Nicotiana tabacum (Hillson y LaMotte, 1977), Begonia franconis Las poliaminas putrescina (Put), espermidina (Spd) (Berghoef y Bruinsma, 1979), Torenia sp. (Tanimoto y espermina (Spm) han sido relacionadas con y Harada, 1981), Solanum tuberosum (Al-Wareh et diferentes procesos fisiológicos de importancia para al., 1989), Citrus limon (Tisserat et al., 1990), el desarrollo de la planta, uno de ellos la inducción Brassica oleracea (Kumar et al., 1995), Rosa sp. floral. Una relación Spd/Spm alta estimula la floración (Wang et al., 2002) y B. edulis (Lin et al., 2003). in vitro en varias especies (Bais et al., 2001). Los efectos de la Put suelen ser menores y más variables Aunque generalmente se ha relacionado al ácido que los de Spd y Spm. Esto sugiere que Put no actúa abscísico (ABA) con inhibición de la inducción floral per se, sino probablemente como precursor de la (Bernier y Périlleux 2005), en K. blossfeldiana la Spd (Mader, 2004). presencia de concentraciones bajas de ABA es indispensable para la floración in vitro. Esto debido La relación poliaminas/etileno parece estar probablemente al efecto inhibitorio del ABA sobre el involucrada en la inducción floral in vitro de forma desarrollo vegetativo (Dickens y van Staden, 1990). contrastante en LDPs y SDPs. En LDPs las concentraciones endógenas de etileno tienden a ser Nitrógeno inferiores a las de poliaminas y el caso contrario se da en las SDPs (Bais et al., 2001; Mader, 2004). La La relación carbono/nitrógeno juega un papel Put puede inducir la conversión de S-adenosil-L- importante en la inducción floral in vitro. metionina (SAM) en Spd en Cichorium intybus, lo Concentraciones altas de nitrógeno se han cual reduce la síntesis de etileno (Bais et al., 2001). relacionado con el desarrollo vegetativo de explantes En Lemna sp., la relación a favor del etileno permite de S. nobilis (Simmonds, 1982) y del cruce Doritis que la enzima S-adenosil-L-metionina descarboxilasa pulcherrima x Kingiella philippiensis (Duan y Yazawa, (SAMDC) catalice la síntesis de etileno a partir de 1994). De la misma forma, hay indicios de que entre SAM (Mader, 2004). mayor sea la concentración de nitrógeno en el medio de cultivo, menor es el porcentaje de explantes que Reducciones en las emisiones de etileno pueden ser desarrollan flores en Torenia sp. (Tanimoto y Harada, resultado directo de la aplicación exógena de 1981), S. nobilis (Simmonds, 1982), O. violaceus poliaminas. Las poliaminas (Put, Spd y Spm) pueden (Luo et al., 2000) y F. esculentum (Kachonpadungkitti actuar como inhibidores de SAMDC; mientras que et al., 2001). Una relación alta en sacarosa y baja el etileno puede bloquear el metabolismo de las en nitrógeno estimuló el desarrollo reproductivo en poliaminas en las plantas, reprimiento la inducción Torenia sp. (Tanimoto y Harada, 1981), Perilla crispa floral (Bais et al., 2001). El AgNO ha mostrado tener (Wada y Totsuka, 1982), P. nil (Ishioka et al., 1991),3 14 Biotecnología Vegetal Vol. 9, No. 1, 2009 D. pulcherrima x K. philippiensis (Duan y Yazawa, se ha observado en S. nobilis (Simmonds, 1982), 1994) y M. charantia (Wang et al., 2001). No Leptinella nana (Carson y Leung, 1994), Bambusa obstante, si las concentraciones de nitrógeno son sp. (John y Nadgauda, 1999), F. esculentum muy bajas, el explante (vegetativo o reproductivo) no (Kachonpadungkitti et al., 2001) y el cruce Citrus se desarrolla eficientemente (Hillman y Posner, 1971; nobilis x C. deliciosa (Singh et al., 2006). Simmonds, 1982; Dickens y van Staden, 1988; Luo et al., 2000). Se sabe muy poco sobre la relación que tiene el almidón con la inducción floral. Eimert et al. (1995) Concentración de sacarosa sugirieron que la acumulación de almidón produce cambios en el metabolismo del nitrógeno durante la La participación de carbohidratos en el control de la inducción de este proceso. Además, postularon la floración ha sido discutida por varias décadas. La existencia de vías metabólicas regulatorias comunes inducción floral es resultado de un aumento en el entre el catabolismo del almidón y la inducción floral transporte de asimilados, especialmente sacarosa, en Arabidopsis sp. in vitro. Por otra parte, el acúmulo hacia los meristemos apicales. Se ha observado que de almidón normalmente está relacionado con la concentración de sacarosa aumenta en los retrasos en la floración de Lollium temulentum in vivo meristemos apicales durante la inducción floral en (Perilleux y Bernier, 1997). varias especies, incluyendo LDPs, SDPs o plantas que dependen de cambios en la temperatura para La relación sacarosa/giberelinas presenta una nueva iniciar los procesos de floración. En PSF dicho ruta para la interpretación de la inducción floral. En transporte se da en estadios iniciales de la Fuchsia hybrida se observó que conforme aumente inducción floral, en los cuales no es posible que la concentración de sacarosa y el nivel de giberelinas dicha movilización sea a causa de un aumento en en el meristemo, este inicia el desarrollo reproductivo. las necesidades metabólicas del meristemo, tanto Si solo se aumenta el nivel de giberelinas en el en condiciones in vivo (Bernier et al., 1993; meristemo, el resultado es la elongación del tallo y Perilleux y Bernier, 1997) como in vitro (Roldán et la reducción de los niveles de sacarosa en el al., 1999). meristemo (King y Ben-Tal, 2001). El transporte de sacarosa de las hojas hacia los Temperatura meristemos durante la inducción floral ha hecho pensar que este compuesto podría ser la señal de Muchas plantas en fase de crecimiento vegetativo estímulo para la floración. Aumentos en la no pueden iniciar la producción de estructuras concentración de sacarosa en SDPs pueden inducir reproductivas in vitro sin un apropiado tratamiento a la floración. En PSF in vitro, una simple exposición de vernalización (Luo et al., 2000). En varias especies a fotoperíodos inductivos resultó en un rápido aumento frutales, períodos con bajas temperaturas son en los niveles de sacarosa en los productos requeridos para estimular la inducción floral. Durante transportados desde la hoja hacia los meristemos la floración in vitro en Citrus, tratamientos con bajas (Scorza, 1982; Roldán et al., 1999). Sin embargo, temperaturas permitieron la transformación de los en LDPs la floración se puede lograr mediante meristemos vegetativos en florales (Tisserat et al., fotoperíodos inductivos que estimulan la floración sin 1990; García-Luis et al., 1992). necesidad de aumentar los niveles de sacarosa en los meristemos. Lo mismo ocurre en DSDPs, en Algunos genes que actúan independientemente de donde fotoperíodos prolongados de baja intensidad la regulación fotoperíodica (FCA, FPA, FVE, FY o inducen el estímulo de floración sin aumentar las LD) se han considerado de gran importancia para concentraciones de sacarosa en los meristemos la inducción floral durante fotoperíodos no (Roldán et al., 1999). inductivos. En muchos casos, este efecto puede ser sustituido por tratamientos de vernalización. Las discrepancias entre los diferentes sistemas En plantas susceptibles a la vernalización, la de PFS (SDPs, LDPs y DSDPs) en cuanto al represión de la floración es causada por genes transporte de sacarosa desde las hojas hacia los tales como FRI, FLC y TFL, los cuales promovieron meristemos y la posibilidad de inducción floral sin el crecimiento vegetativo y evitaron el desarrollo necesidad de aumento en los niveles de sacarosa de estructuras reproductivas en Arabidopsis sp. podría indicar que la presencia de sacarosa en el (Roldán et al., 1999). meristemo no está relacionada directamente con la inducción floral, sino más bien con el desarrollo En Phalaenopsis, tratamientos de vernalización (los de las estructuras florales in vitro (Scorza, 1982) cuales normalmente pueden estimular la floración in o in vivo (Bernier et al., 1993; Perilleux y Bernier, vivo) no promovieron la inducción floral in vitro (Duan 1997; King y Ben-Tal, 2001). Sin embargo, un y Yazawa, 1995), lo cual sugiere que las condiciones aumento en la concentración de sacarosa en el para la inducción floral no siempre son similares en medio de cultivo sí puede aumentar el porcentaje cultivo in vitro a las mostradas en crecimiento ex de explantes que desarrollan flores in vitro. Esto vitro. Biotecnología Vegetal Vol. 9, No. 1, 2009 15 Aireación y gelificación CONCLUSIONES La influencia de una buena aireación en medios de Las ventajas que presenta el cultivo in vitro para el cultivo líquidos para el desarrollo de la floración ha estudio de la inducción floral radican en la facilidad sido estudiada, principalmente en relación con la para aplicar diversos estímulos que induzcan o reducción del fenómeno de la hiperhidricidad. No se inhiban este fenómeno sin involucrar las variantes ha informado la ocurrencia de floración in vitro en ambientales (de Fossard, 1974; Scorza, 1982). En cultivos hiperhídricos, lo que podría sugerir que el los últimos años, los estudios realizados in vitro han proceso de hiperhidricidad inhibe la inducción floral, buscado establecer un modelo eficiente, reproducible así como inhibe otros procesos morfogenéticos in y simple para la inducción floral. Lo anterior con el vitro (Scorza, 1982). Se ha indicado que un aumento fin de facilitar estudios a nivel molecular y bioquímico en la concentración del agente gelificante en el medio de los procesos involucrados (inactivación, sobre- de cultivo puede favorecer la producción de flores in expresión, interacción entre genes y factores de vitro en Cucumis sativus cv. ‘Marketmore-76’ (Tisserat transcripción). A nivel de aplicación práctica, podría y Galleta, 1993) y F. esculentum (Kachonpadungkitti retardarse la floración de cultivos que no requieran et al., 2001). desarrollo reproductivo, inducir floración para acortar procesos de fitomejoramiento y reproducción, prevenir EFECTO DEL GENOTIPO EN LA INDUCCIÓN o reducir la producción de agentes alergénicos, así FLORAL IN VITRO como controlar la producción y diseminación de polen en plantas transgénicas; sin olvidar el potencial uso Se ha observado un efecto variable del genotipo en comercial de las plantas ornamentales floreadas in la inducción floral in vitro. Por un lado, diferentes vitro (Nadgauda et al., 1990; Roldán et al., 1999; cultivares de Perilla crispa (Wada y Totsuka, 1982), Wang et al., 2002; Laurie, 2004). Amaranthus sp. (Tisserat y Galleta, 1988), Solanum tuberosum (papa) (Al-Wareh et al., 1989), Arachis REFERENCIAS hypogaea (maní) (Kachonpadungkitti et al., 1992), Arabidopsis (Roldán et al., 1999), Rosa sp. (rosa) Al-Khayri, JM, Huang FH, Morelock TE (1991) In vitro flowering (Wang et al., 2002), Lycopersicon esculentum in regenerated shoots of spinach. HortScience 26: 1422 (tomate) (Sheeja y Mandal, 2003) y Zantedeschia Al-Wareh, H, Trolinder NR, Goodin JL (1989) In vitro flowering spp. (cala) (Naor et al., 2004), utilizados en varios of potato. HortScience 24: 827-829 estudios de floración in vitro, no mostraron diferencias estructurales en las flores producidas ni en los Anitha, S, Kumari BDR (2006) In vitro flowering in Rauvolfia procesos de inducción floral evaluados. tetraphylla L. Pakistan Journal of Biological Sciences 9: 422-424 Sin embargo, en el caso de las especies Begonia Bais, H, Sudha G, Ravishankar G (2001) Influence of socotrana, B. sutherlandii, B. evansiana y B. putrescine, silver nitrate and polyamine inhibitors on the multiflora, así como de las variedades Gloire de morphogenetic response in untransformed and transformedtissue of Cichorium intybus and their regenerants. Plant Cell Lorraine, Regent, Carollina de Lucerna, Comte de Reports 20: 547-555 Miribel, de esta especie, solo B. socotrana y la variedad Carollina de Lucerna produjeron flores en Barak, S, Tobin EM, Green RM, Andronis C, Sugano S (2000) respuesta a tratamientos evaluados in vitro (Ringe All in good time: the Arabidopsis circadian clock. Trends inPlant Science 5: 517-522 y Nitsch, 1968). La presencia de ácido indol acético (AIA) en el medio de cultivo pudo haber Bernier, G, Périlleux C (2005) A physiological overview of the inhibido la inducción floral en los meristemos de genetics of flowering time control. Plant Biotechnology Journal las otras especies y variedades. En estudios 3: 316 realizados en F. esculentum, se identificaron Bernier, G, Havelange A, Houssa C, Petitjean A, Lejeune P diferencias estructurales entre las flores obtenidas (1993) Physiological signals that induce flowering. The Plant (flores normales y enanas) en las mismas Cell 5: 1147-1155 condiciones de cultivo entre diferentes genotipos Berghoef, J, Bruinsma J (1979) Flower development of Begonia de esta especie (Kachonpadungkitti et al., 2001). franconis Liebm. IV. Adventitious flower bud formation on Si bien las flores fueron morfológicamente excised inflorescence pedicels in vitro . Zeitschrift für idénticas, la alta concentración de sacarosa pudo Pflanzenphysiologie 94: 407-416 actuar como un inhibidor del desarrollo de los Britto, SJ, Natarajan E, Arockiasamy DI (2003) In vitro flowering meristemos florales. Por otra parte, de seis and shoot multiplication from nodal explants of Ceropegia variedades de olivo (O. europaea) evaluadas por bulbosa Roxb. var. bulbosa. Taiwania 48: 106-111 Chaari-Rkhis et al. (2006), solo la variedad Chemlali no presentó inducción f loral in vitro. Esto Carson, AJ, Leung DWM (1994) In vitro flowering and probablemente se debió a que el medio de cultivo propagation of Leptinella nana L., an endangered plant. NewZealand Journal of Botany 32: 79-83 (bajo en nitrógeno) y las concentraciones evaluadas de AG3 (1, 2 y 10 mg l -1) no indujeron el estímulo Chaari-Rkhis, A, Maalej M, Ouled-Messaoud SO, Drira N (2006) deseado en este cultivar. In vitro vegetative growth and flowering of olive tree in 16 Biotecnología Vegetal Vol. 9, No. 1, 2009 response to GA3 treatment. African Journal of Biotechnology García-Luis, A, Kanduser M, Santamarina P, Guardiola JL 5: 2097-2302 (1992) Low temperature influence on flowering in Citrus. The separation of inductive and bud dormancy releasing effects. Chambers, SM, Heuch JHR, Pirrle A (1991) Micropropagation Physiologia Plantarum 86: 648-652 and in vitro flowering of bamboo Dendrocalamus hamiltonii Munro. Plant Cell, Tissue and Organ Culture 27: 45-48 Handro, W (1983) Effects of some growth regulators on in vitro flowering of Streptocarpus nobilis. Plant Cell Reports 2: 133-136 Chang, C, Chang WC (2003) Cytokinins promotion of flowering in Cymbidium ensifolium var. misericors in vitro. Hayama, R, Coupland G (2003) Shedding light on the circadian Plant Growth Regulation 39: 217-221 clock and the photoperiodic control of flowering. Current Opinion in Plant Biology 6: 13-19 Chang, W, Hsing Y (1980) In vitro flowering of embryoids derived from mature root callus of ginseng (Panax ginseng). Hee, KH, Loh CS, Yeoh HH (2007) Early in vitro flowering and Nature 284: 341-342 seed production in culture in Dendrobium Chao Praya Smile (Orchidaceae). Plant Cell Reports 26: 2055-2062 de Fossard, R (1974) Flower initiation in tissue and organ culture. En: Street, H (Ed) Tissue culture and plant science, Hillman, WS, Posner HB (1971) Ammonium ion and the flowering pp. 193-212. Academic Press. Londres of Lemna perpusilla. Plant Physiology 47: 586-587 Dewir, YH, Chakrabarty D, Ali MB, Singh N, Hahn EJ, Paek Hillson, TD, LaMotte CE (1977) In vitro formation and KY (2007) Influence of AG3, sucrose and solid medium/ development of flower buds on tobacco stem explants. Plant bioreactor culture on in vitro flowering of Spathiphyllum Physiology 60: 881-884 and association of glutathione metabolism. Plant Cell, Tissue and Organ Culture 90: 225-235 Ishioka, N, Tanimoto S, Harada H (1991) Roles of nitrogen and carbohydrate in flower-bud formation in Pharbitis apex Dewir, YH, Chakrabarty D, Hahn EJ, Datta SK, Paek KY cultures. Journal of Plant Physiology 138: 573-576 (2008) Kinetics of nutrient utilization and photosynthetic enzyme act iv i t ies dur ing f loral versus vegetat ive John, CK, Nadgauda RS (1999) In vitro-induced flowering in differentiation of Spathiphyllum in air-lift bioreactor cultures. bamboos. In Vitro Cellular and Developmental Biology-Plant Plant Growth Regulation 54: 157-164 35: 309-315 Dickens, CWS, van Staden J (1985) In vitro flowering and Joshi, M, Nadgauda RS (1997) Cytokinins and in vitro induction fruiting of soybean explants. Journal of Plant Physiology of flowering in bamboo: Bambusa arundinacea (Retz.) Willd. 120: 83-86 Current Science 73: 523-526 Dickens, CWS, van Staden J (1988) The in vitro flowering Jumin, HB, Ahmad M (1999) High-frequency in vitro flowering of of Kalanchoe blossfeldiana Poellniz I. Role of culture Murraya paniculata (L.) Jack. Plant Cell Reports 18: 764-768 conditions and nutrients. Journal of Experimental Botany 39: 461-471 Jumin, HB, Nito N (1996) In vitro flowering of Fortunella hindsii (Champ.). Plant Cell Reports 15: 484-488 Dickens, CWS, van Staden J (1990) The in vitro flowering of Kalanchoe blossfeldiana Poellniz II. The effect of growth Kachonpadungkitti, Y, Hisajima S, Arai Y (1992) Life cycle of regulators and gallic acid. Plant and Cell Physiology 31: 757- peanut (Arachis hypogaea L.) plant in vitro. Bioscience, 762 Biotechnology and Biochemistry 56: 543-546 Duan, JX, Yazawa S (1994) Induction of floral development Kachonpadungkitti, Y, Romchatngoen S, Hasegaw K, Hisajima in x Doriel la t iny (Dori t is pulcherr ima x Kingiel la S (2001) Efficient flower induction from cultured buckwheat philippinensis) in vitro and in vivo. Scientia Horticulturae (Fagopyrum esculentum L.) node segments in vitro. Plant 59: 253-261 Growth Regulation 35: 37-45 Duan, JX, Yazawa S (1995) Floral induct ion and Kerbauy, GB (1984) In vitro flowering of Oncidium varicosum development in Phalaenopsis in vitro. Plant Cell, Tissue and mericlones (Orchidaceae). Plant Science Letters 35: 73-75 Organ Culture 43: 71-74 King, RW, Ben-Tal Y (2001) A florigenic effect of sucrose in Eimert, K, Wang SM, Lue WL, Chen J (1995) Monogenic Fuchsia hybrida is blocked by gibberellin-induced assimilate recessive mutations causing both late floral initiation and competition. Plant Physiology 125: 488-496 excess starch accumulation in Arabidopsis. The Plant Cell 7: 1703-1712 King, RW, Moritz T, Evans LT, Junttila O, Herlt AJ (2001) Long- day induction of flowering in Lolium temulentum involves Ferreira, W de M, Kerbauy GB, Kraus JE, Pescador R, Suzuki sequential increases in specific gibberellins at the shoot apex. RM (2006) Thidiazuron influences the endogenous levels of Plant Physiology 127: 624-632 cytokinins and IAA during the flowering of isolated shoots of Dendrobium. Journal of Plant Physiology 163: 1126-1134 Knudson, L (1946) A new nutrient solution for orchid seed germination. American Orchid Society Bulletin 15: 214-217 Franklin, G, Pius PK, Ignacimuthu S (2000) Factors affecting in vitro flowering and fruiting of green pea (Pisum sativum Kostenyuk, I, Oh BJ, So IS (1999) Induction of early flowering L.). Euphytica 115: 65-73 in Cymbidium niveo-marginatum Mak in vitro. Plant Cell Reports 19: 1-5 Galoch, E, Czaplewska J, Burkacka-Laukajtys E, Kopcewicz J (2002) Induction and stimulation of in vitro flowering of Kumar, VA, Kumar A, Kumar J (1995) In vitro flowering and Pharbitis nil by cytokinin and gibberellin. Plant Growth pod formation in cauliflower (Brassica oleracea var. botrytis). Regulation 37: 199-205 Current Science 69: 543-545 Gamborg, OL, Miller LA, Ojima K (1968) Nutrient requirements Laurie, D (2004) Flowering time. En: Christou, P y Klee, H of suspension cultures of soybean root cells. Experiment (Eds). Handbook of Plant Biotechnology (Vol 1), pp. 659-671. of Cell Research 50: 151-158 Wiley, Chichester Biotecnología Vegetal Vol. 9, No. 1, 2009 17 Liang, OP, Keng CL (2006) In vitro plant regeneration, flowering Nadgauda, RS, John CK, Parasharami VA, Joshi MS, and fruiting of Phyllanthus niruri L. (Euphorbiaceae). Mascarenhas AF (1997) A comparison of in vitro with in vivo International Journal of Botany 2: 409-414 flowering in bamboo: Bambusa arundinacea. Plant Cell, Tissue and Organ Culture 48: 181-188 Lin, CS, Chang WC (1998) Micropropagation of Bambusa edulis through nodal explants of field-grown culms and Nair, AK, Dilip ND, Subhash PS (2007) High-frequency in vitro flowering of regenerated plantlets. Plant Cell Reports 17: flowering in six species of Ceropegia. Journal of Plant Biology 617-620 50: 374-377 Lin, CS, Lin CC, Chang WC (2003) In vitro flowering of Bambusa Naor, V, Kigel J, Ziv M (2004) Hormonal control of inflorescence edulis and subsequent plantlet survival. Plant Cell, Tissue and development in plantlets of calla lily (Zantedeschia spp.) grown Organ Culture 72: 71-78 in vitro. Plant Growth Regulation 42: 7-14 Lin, CS, Lin CC, Chang WC (2004) Effect of thidiazuron on Nitsch, JP, Nitsch C (1965) Néoformation de fleurs in vitro vegetative tissue-derived somatic embryogenesis and chez une espèce de jours courts: Plumbago indica L. Annales flowering of bamboo Bambusa edulis. Plant Cell, Tissue and de Physiologie Vegetale 7: 251-256 Organ Culture 76: 75-82 Peeters, AJM, Gerards W, Barendse GWM, Wullems GJ (1991) Lin, CS, Liang CJ, Hsaio HW, Lin MJ, Chang, WC (2007) In vitro In vitro flower bud formation in tobacco: interaction of flowering of green and albino Dendrocalamus latiflorus. New hormones. Plant Physiology 97: 402-408 Forests 34: 177- 186 Perilleux, C, Bernier G (1997) Leaf carbohydrate status in Lloyd, G, McCown B (1980) Commercially –feasible Lolium temulentum during the induction of flowering. New micropropagation of montain laurel, Kalmia latifolia, by use of Phytologist 135: 59-66 shoot-tip culture. Combined Proceedings of the International Plant Propagators Society 30: 421-442 Perilleux, C, Bernier G, Kinet JM (1994) Circadian rhythms and the induction of flowering in the long-day grass Lolium Luo, P, Ye Q, Lan Z (2000) A study on floral biology of seedlings temulentum L. Plant, Cell and Environment 17: 755-761 in vitro in Orychophragmus violaceus: Induction of flowers in seedlings of O. violaceus cultured in vitro. Plant Cell, Tissue Pirson, A, Seidel F (1950) Zell- und stoffwechselphysiologische and Organ Culture 63: 73-75 Untersuchungen an der Wurzel von Lemna minor L. unter besonderer Berücksichtigung von Kalium- und Kalziummangel. Mader, JC (2004) Differential in vitro development of Planta 38: 431-473 inflorescences in long and short day Lemna spp.: Involvement of ethylene and polyamines. Journal of Plant Physiology 161: Prakash, G (1977) Plant growth regulators and sex expression 653-663 in flower buds of Momordica charantia in vitro. Current Science 46: 328-330 Maheshwari, P, Kumar A (2006) Organogenesis, shoot regeneration, and flowering response of Vernonia cinerea Qiao, Q, Xing F-W, Xiao Y-P, Chen H-F (2009) Somatic to different auxin/cytokinin combinations. In vitro Cellular embryogenesis and in vitro flowering in Saposhnikovia and Developmental Biology-Plant 42: 589-595 divaricata. Journal of Plant Growth Regulation 28: 81-86 Makunga, NP, van Staden J (2008) An efficient system for Rajasekaran, K, Mullins MG, Nair Y (1983) Flower formation in the production of clonal plantlets of the medicinally important vitro by hypocotyl explants of cucumber (Cucumis sativus aromatic plant: Salvia africana-lutea L. Plant Cell, Tissue L.). Annals of Botany 52: 417-420 and Organ Culture 92: 63-72 Ramanayake, SMSD, Wanniarachchi WAVR, Tennakoon TMA McDaniel, CN King RW, Evans LT (1991) Floral determination (2001) Axillary shoot proliferation and in vitro flowering in an and in vitro floral differentiation in isolated shoot apices of adult giant bamboo, Dendrocalamus giganteus Wall. Ex Munro. Lolium temulentum. Planta 182: 9-16 In Vitro Cellular and Developmental Biology-Plant 37: 667–671 Metzger, JD (1987) Hormones and reproductive development. Reed, JW, Foster KR, Morgan PW, Chory J (1996) Phytochrome En: Davies, PJ (Ed) Plant hormones and their role in plant B affects responsiveness to gibberellins in Arabidopsis. Plant growth and development, pp. 431-462. Martinus Nijhoff, Physiology 112: 337-342 Dordrecht Reid, R , Jones H, Smith H (2004) Phytochromes - Molina-Torres, J, Laidman DL, Gaunt JK (1989) The influence Biotechnological prospects. En: Christou, P y Klee, H (Eds) of photoperiod on incorporat ion of precursors into Handbook of Plant Biotechnology (Vol 1), pp. 725-737, Wiley, tocopherols and plastoquinone in Xanthium strumarium L. Chichester. New Phytologist 111: 397-401 Ringe, F, Nitsch JP (1968) Conditions leading to flower formation Murashige, T, Skoog F (1962) A revised medium for rapid on excised Begonia fragments cultured in vitro. Plant and Cell growth and bioassays with tobacco t issue cul tures. Physiology 9: 639-652 Physiologia Plantarum 15: 473-497 Roberts, NJ, Luckman GA, Menary RC (1993) In vitro flowering Murashige, T, Tucker D (1969) Growth factor requirements of Boronia megastigma Nees. and the effect of 6- of citrus culture. Proceedings of the 1st International Citrus benzylaminopurine. Plant Growth Regulation 12: 117-122 Symposium 3: 1155-1161 Roldán, M, Gómez-Mena C, Ruiz-García L, Salinas J, Martínez- Murthy, KSR, Ramulu DR, Rao JC, Emmanuel S, Pullaiah T Zapater JM (1999) Sucrose availability on aerial part of the (2006) In vitro f lowering of Spathoglott is pl icata Bl. plant promotes morphogenesis and flowering of Arabidopsis (Orchidaceae). Phytomorphology 56: 117-120 in the dark. The Plant Journal 20: 581-590 Nadgauda, RS, Parasharami, VA y Mascarenhas, AF (1990) Rout, GR, Das P (1994) Somatic embryogenesis and in vitro Precocious flowering and seeding behavior in tissue cultured flowering of 3 species of bamboo. Plant Cell Reports 13: 683- bamboos. Nature 344: 335-336 686 18 Biotecnología Vegetal Vol. 9, No. 1, 2009 Rugini, E (1984) In vitro propagation of some olive (Olea Taylor, NJ, Light ME, van Staden J (2005) In vitro flowering of europaea Savatina L.) cultivars with different rootability, and Kniphofia leucocephala: influence of cytokinins. Plant Cell, medium development using analytical data from developing Tissue and Organ Culture 83: 327-333 shoots and embryos. Scientia Horticulturae 24: 123-134 Taylor, NJ, Light ME, van Staden J (2007) Monosaccharides Sankhla, D, Davis TD, Sankhla N, Upadhyaya A (1994) In vitro promote flowering in Kniphofia leucocephala in vitro. Plant production of flowering shoots in ‘German Red’ carnation: effect Growth Regulation 52: 73-79 of uniconazole and gibberellic acid. Plant Cell Reports 13: 514- 518 Tee, CS, Maziah M, Tan CS (2008) Induction of in vitro flowering in the orchid Dendrobium Sonia 17. Biologia Plantarum 52: Saritha, KV, Naidu CV (2007) In vitro flowering of Withania 723-726 somnifera Dunal.-An important antitumor medicinal plant. Plant Science 172: 847-851 Tisserat, B, Galletta PD (1988) In vitro flowering in Amaranthus. HortScience 23: 210-212 Saxena, SN, Kaushik N, Sharma R (2008) Effect of abscisic acid and proline on in vitro flowering in Vigna aconitifolia. Tisserat, B, Galletta PD (1993) Production of cucumber fruits Biologia Plantarum 52: 181-183 from the culture of ́ Marketmore-76´ plantlet. Plant Cell Reports 13: 37-40 Scorza, R (1982) In vitro flowering. Horticultural Reviews 4: 106-127 Tisserat, B, Galletta PD, Jones D (1990) In vitro flowering from Citrus limon lateral buds. Journal of Plant Physiology 136: 56 Scorza, R, Janick J (1980) In vitro flowering of Passiflora –60 suberosa L. Journal of the American Society for Horticultural Science 105: 892-897 Tiwari, S, Tuli R (2008) Factors promoting efficient in vitro regeneration from de-embryonated cotyledon explants of Sharma, A, Kumar V, Giridhar P, Ravishankar GA (2008) Arachis hypogaea L. Plant Cell, Tissue and Organ Culture 92: Induction of in vitro flowering in Capsicum frutescens under 15-24 the influence of silver nitrate and cobalt chloride and pollen transformation. Electronic Journal of Biotechnology 11: 1-6 Vacin, E, Went F (1949) Some pH changes in nutrient solution. Botanic Gardens Conservation News 110: 605-613 Sheeja, TE, Mandal AB (2003) In vitro flowering and fruiting in tomato (Lycopersicon esculentum). Asia Pacific Journal of Vaz, APA, Figueiredo-Ribeiro RCL, Kerbauy GB (2004) Molecular Biology and Biotechnology 11: 37-42 Photoperiod and temperature effects on in vitro growth and flowering of P. pusilla, an epiphytic orchid. Plant Physiology Sim, GE, Loh CS, Goh CJ (2007) High frequency early in vitro and Biochemistry 42: 411-415 flowering of Dendrobium Madame Thong-In (Orchidaceae). Plant Cell Reports 26: 383-393 Virupakshi, S, Manjunatha BR, Naik GR (2002) In vitro flower induction in callus from a juvenile explant of sugarcane, Sim, GE, Loh JG, Loh CS (2008) Induction of in vitro flowering Saccharum officinarum L., Var. CoC 671. Current Science 83: in Dendrobium Madame Thong-In (Orchidaceae) seedlings is 1195-1197 associated with increase in endogenous N6-(Ä2-isopentenyl)- adenine (iP) and N6-(Ä2-isopentenyl)-adenosine (iPA) levels. Vu, NH, Anh PH, Nhut DT (2006) The role of sucrose and Plant Cell Reports 27: 1281-1289 different cytokinins in the in vitro floral morphogenesis of rose (hybrid tea) cv. «First Prize». Plant Cell, Tissue and Organ Simmonds, J (1982) In vitro flowering on leaf explants of Culture 87: 315-320 Streptocarpus nobilis. The influence of culture medium components on vegetative and reproductive development. Wada, K, Totsuka T (1982) Long-day flowering of Perilla plants Canadian Journal of Botany 60: 1461-1468 cultured in nitrogen-poor media. Plant and Cell Physiology 23: 977-985 Singh, B, Sharma S, Rani G, Virk GS, Zaidi AA, Nagpal A (2006) In vitro flowering in embryogenic cultures of Kinnow mandarin Wang, X (1988) Tissue culture of Cymbidium: Plant and flower (Citrus nobilis Lour x C. Deliciosa Tenora). African Journal induction in vitro. Lindleyana 3: 184-189 of Biotechnology 5: 1470-1474 Wang, S, Tang L, Chen F (2001) In vitro flowering of bitter Sivanesan, I, Jeong BR (2007) Micropropagation and in vitro melon. Plant Cell Reports 20: 393-397 flowering in Pentanema indicum Ling. Plant Biotechnology 24: 527-532 Wang, GY, Yuan, MF, Hong Y (2002) In vitro flower induction in roses. In Vitro Cellular and Developmental Biology-Plant 38: Steffen, JD, Sachs RM, Hackett WP (1988) Bougainvillea 513-518 inflorescence meristem development: comparative action of GA3 in vivo and in vitro. American Journal of Botany 75: 403- Zhang, Z, Leung DWM (2000) A comparison of in vitro with in 408 vivo flowering in gentian. Plant Cell, Tissue and Organ Culture 63: 223-226 Tang, AF, Cappadocia M, Byrne D (1983) In vitro flowering in cassava (Manihot esculenta Crantz). Plant Cell, Tissue and Zhang, Z, Leung DWM (2002) Factors influencing the growth Organ Culture 2: 199-206 of micropropagated shoots and in vitro flowering in gentian. Plant Growth Regulation 36: 245-252 Tanimoto, S, Harada H (1981) Effects of IAA, zeatin, ammonium nitrate and sucrose on the initiation and development of flower Ziv, M, Naor V (2006) Flowering of geophytes in vitro. buds in Torenia stem segments cultured in vitro. Plant and Cell Propagation of Ornamental Plants 6: 3-16 Physiology 22: 1553-1560